Conférences d'actualisation 1998, p. 551-567.
© 1998 Elsevier, Paris, et SFAR
Service d'anesthésie-réanimation, hôpital Lapeyronie, 34295 Montpellier
La place des infections à pyocyaniques est importante au sein des infections nosocomiales. De 11 % en 1974 [1] , elle représente entre 20 et 30 % des cas en 1993 [2] . Le germe est responsable d'environ 20 % des pneumopathies nosocomiales, 11 % des bactériémies et 10 % des infections des plaies chirurgicales [3] [4] . Le développement de ce type d'infection est corrélé à l'utilisation d'antibiotiques à large spectre, à la concentration hospitalière de patients en état grave et aux moyens de défenses altérés. Aux problèmes qu'elles posent aux Comités de lutte contre les infections nosocomiales (CLIN), les infections ajoutent un pronostic sévère, la mortalité moyenne se situant à 35 %, mais dépassant 50 % dans les septicémies [5] .
Le bacille pyocyanique ( Pseudomonas aeruginosa ) est le principal représentant de la famille des Pseudomonadacæ . C'est un bacille à Gram négatif, aérobie, possédant la forme d'un bâtonnet long de 1 à 3 m , mobile grâce à un cil polaire. Bactérie capable d'une très grande adaptabilité nutritionnelle et métabolique, Pseudomonas aeruginosa est capable de survivre dans l'environnement le plus hostile et d'élaborer de nombreux produits métaboliques lui permettant d'assurer des fonctions utiles comme la décontamination des sols, la protection des plantes, la sécrétion d'antibiotiques comme la mupirocine ou au contraire néfastes comme agent pathogène [6] . L'habitat en milieu humide - eau, égouts - et sols riches en antibiotiques, lui confère des facteurs de résistance naturelle aux antibiotiques [6] . Chez l'homme sain, Pseudomonas aeruginosa peut vivre en saprophyte des cavités naturelles (conduit auditif externe, rhinopharynx, tractus digestif et/ou génital, plis cutanés humides). L'ancienne taxonomie rangeait un grand nombre de germes différents dans le genre Pseudomonas . Les nouvelles techniques bactériologiques ont permis d'établir une nouvelle nomenclature. Comme Pseudomonas aeruginosa , ces germes apparentés peuvent être responsables d'une extrême virulence. Parmi eux il faut citer Burkholderia cepacia d'origine végétale, à l'origine d'infections sévères chez le patient immunodéprimé [7] . C'est aussi le premier agent retrouvé au cours de la mucoviscidose et responsable d'infections mortelles (syndrome cepacia) [7] . Bactérie très résistante aux antibiotiques, elle peut utiliser la pénicilline comme substrat [6] . La b -lactamase qu'elle sécrète est plus rapidement induite que celle de Pseudomonas aeruginosa . Cette bactérie est capable de survivre en situation intracellulaire, ce qui expliquerait en partie son activité pathogène. Stenotrophomonas maltophilia représente en moyenne 3 % des infections liées aux pseudomonadacae et on le cultive le plus souvent au cours des pneumopathies nosocomiales. Il faut retenir l'extrême diversité de cette famille bactérienne capable du meilleur comme du pire : ainsi, Pseudomonas fluorescens qui produit la mupirocine peut provoquer une infection mortelle s'il contamine un produit sanguin [6] .
Les facteurs de virulence sont nombreux et ont été particulièrement étudiés au cours de la mucoviscidose avec les mutants mucoïdes de la bactérie [6] . Ils ne sont pas synthétisés de manière constitutive et la majorité d'entre eux est produite en phase tardive de croissance ou dans des conditions de carence. En effet, cette bactérie normalement saprophyte doit s'adapter au nouvel environnement que représente le patient et mettre en jeu les éléments qui lui permettront de réaliser le processus infectieux. Leur production est régie par un système de régulation complexe faisant intervenir une modification de l'expression des gènes. Leur rôle a été démontré par Cash et al [8] , et il varie selon le siège de l'infection. De plus, les facteurs de virulence d'une espèce ( Pseudomonas aeruginosa ) influencent ceux d'une autre espèce ( Burkholderia cepacia ).
La plus toxique des protéines de Pseudomonas aeruginosa possède plusieurs effets [9] : diminution de la production d'interleukine 1 avec inhibition de l'immunité à médiation cellulaire (lymphocytes T), inhibition directe de la phagocytose, effet cytotoxique induisant une augmentation de la perméabilité membranaire et libération des enzymes lysosomiaux. Sa production dépend de la teneur en fer de l'environnement, dont l'excès peut en inhiber la synthèse.
Elle joue un grand rôle dans la pathogénicité pulmonaire [10] . Elle possède une action directe cytotoxique et indirecte, par formation d'anticorps et d'immuns complexes. Elle stimule aussi l'immunité, permettant chez le sujet sain, d'aboutir à une élimination par opsonisation.
Composée de deux types d'enzymes, elle est cytotoxique et détruit les lécithines ; ce phénomène est particulièrement important au niveau du surfactant pulmonaire, favorisant la survenue d'atélectasies ; elle provoque aussi une hémolyse par destruction de la membrane du globule rouge [11] .
Actuellement, on en dénombre quatre : collagénase, fibrinolysine, élastase et protéase alcaline, les deux dernières étant prédominantes. La protéase alcaline active la phospholipase C et l'élastase. Ces deux enzymes, outre leur effet sur le collagène, compromettent la réponse immunitaire par inhibition du système du complément, des lymphocytes T et par clivage, des IgA et des IgG [12] . L'élastase et la protéine alcaline inactivent le TNF a et diminuent la réponse des polynucléaires. Cela se traduit en clinique par une colonisation plus facile par Pseudomonas aeruginosa , une réaction inflammatoire importante et des lésions du tissu pulmonaire.
Ces pigments, essentiels à la virulence, transportent le fer indispensable à la croissance et la prolifération bactérienne [13] . En même temps, le fer stimule la production par les polynucléaires neutrophiles de radicaux oxygénés qui possèdent une action bactéricide sur les autres espèces bactériennes, favorisant l'émergence de Pseudomonas aeruginosa . La pyocyanine, spécifique de Pseudomonas aeruginosa , possède plusieurs propriétés : inhibition de l'interleukine 2 et immunité cellulaire, libération d'élastase, inhibition des antagonistes des protéases et diminution de la clairance bactérienne par action sur le battement ciliaire. En bloquant la libération de prostacyclines, à partir des cellules endothéliales, elle rend compte de la vascularité observée lors de pneumopathies à Pseudomonas aeruginosa . Les macrolides possèdent in vitro un effet d'inhibition des exoenzymes [14] .
Ils interviennent surtout dans la colonisation et l'infection de l'expectoration des malades atteints de mucoviscidose. Ces enzymes inactivent le système ciliaire bronchique et augmentent la libération de mucus [14] .
Il s'agit d'une propriété essentielle dans les différentes étapes conduisant au processus infectieux [15] . On l'observe au cours des infections chroniques (mucoviscidose, dilatation des bronches), quand les colonies de Pseudomonas aeruginosa acquièrent des caractères mucoïdes. La bactérie produit un exopolysaccharide, l'alginate, composé d'acides polyuroniques. La biosynthèse de l'alginate est soumise à une régulation extrêmement complexe sous la dépendance de l'environnement. Il confère à la bactérie des propriétés d'adhésion au support (cellules bronchiques, cathéter) mais la rend aussi très virulente par la formation de microcolonies, inhibition de la phagocytose, suppression de la réponse immunitaire et résistance aux antibiotiques. À côté de l'alginate, deux éléments interviennent pour faciliter l'adhésion du bacille : les pili (fimbriae) sont des filaments responsables de l'adhésion des souches non mucoïdes de Pseudomonas aeruginosa dans le tractus respiratoire ; les flagelles, en libérant une protéine de nature encore inconnue, facilitent l'adhésion aux mucines trachéobronchiques [11] . Expérimentalement, le dextran inhibe l'adhésion de la bactérie aux cellules épithéliales [16] .
De nature lipopolysaccharidique, elles proviennent de la paroi bactérienne et portent l'antigène O (somatique) au niveau de la partie polysaccharidique. Cet antigène est spécifique permettant le sérotypage de la bactérie. Parmi les 16 sérotypes décrits, les plus fréquents sont O1, O3, O6, O11. Le sérotype O12 se caractérise par une multirésistance. L'intérêt du sérotypage est surtout épidémiologique. L'exotoxine est peu toxique, mais elle contribue à la réaction inflammatoire et à la formation d'anticorps permettant d'envisager la fabrication de vaccins [11] . Mais, à ce jour, aucun résultat chez l'homme n'a été publié.
Pseudomonas aeruginosa est naturellement résistant à de nombreuses b -lactamines par deux mécanismes : production de céphalosporinases d'origine chromosomique ou mauvaise perméabilité membranaire. Les souches sauvages sont résistantes aux pénicillines G, M et A, aux céphalosporines de 1re et 2e génération et à certaines céphalosporines de 3e génération (C3G) comme le latamoxef ou le céfotaxime. Elles sont sensibles aux carboxy et uréidopénicillines, à certaines C3G (cefsulodine, ceftazidime, céfopérazone, cefpirome, axépime), à l'aztréonam et aux carbapénèmes.
Bactérie saprophyte, normalement indépendante de l'homme et des animaux, Pseudomonas aeruginosa peut devenir un pathogène opportuniste posant des problèmes préoccupants dans nos hôpitaux en raison de sa fréquence, de sa dissémination épidémique et de sa résistance aux antibiotiques. Les eaux domestiques, les végétaux, les plantes d'agrément constituent un milieu naturel où se développe la bactérie tant à l'intérieur qu'en dehors de l'hôpital. Cette source de contamination est cependant d'importance modeste dans les infections nosocomiales. En revanche, l'antibiothérapie à large spectre est un facteur essentiel du développement de la bactérie et joue un grand rôle dans l'infection. La contamination est ainsi le plus souvent endogène à partir de la coproflore du patient qui constitue un réservoir dangereux et tout le matériel hospitalier va subir une colonisation, facilitée par l'humidité des surfaces et la présence de matières organiques. Capable d'adaptation en milieu hostile, Pseudomonas aeruginosa va se développer sur tous les éléments de l'équipement hospitalier, de la robinetterie au respirateur en passant par les collyres, fibroscopes, pommades, savons, voire les antiseptiques.
La transmission d'un patient à l'autre se fait par le personnel soignant, beaucoup plus par le matériel et les objets contaminés que de façon manuportée. Ainsi se colonisent la peau, les voies aériennes du patient sous ventilation mécanique, le tube digestif au cours de l'alimentation entérale, les cathéters vasculaires et les sondes vésicales. La prescription d'antibiotiques à large spectre majore la colonisation.
Elle apparaît à l'occasion d'une effraction cutanéomuqueuse ou d'une diminution des défenses immunitaires de l'organisme. C'est donc sur un terrain débilité que se développe l'infection : dénutrition, brûlés, cancers, hémopathies, corticothérapie au long cours. Si en pathologie chirurgicale, la durée d'hospitalisation ne paraît pas jouer un grand rôle, elle est un facteur favorisant en hémato-cancérologie, où l'on observe 10 % d'acquisition de colonisation par semaine d'hospitalisation, avec un plateau atteint en 4 à 6 semaines [19] . Les patients polytraumatisés, polyopérés, polytransfusés, polyinfectés sont des candidats idéaux à la prolifération de la bactérie. En dehors du patient de réanimation, la mucoviscidose est le terrain de prédilection de Pseudomonas aeruginosa . La majorité des infections sont sporadiques, mais peuvent être épidémiques. L'étude de prévalence EPIC a montré que Pseudomonas aeruginosa arrivait en troisième position en réanimation, représentant 28,7 % des germes isolés [20] .
En pratique clinique, la bactérie peut être isolée, dans trois circonstances différentes.
Patients colonisés sans manifestations cliniques importantes : expectoration purulente chez un patient trachéotomisé, troubles du transit, sécrétions nasales purulentes... Tout se résume à l'isolement de Pseudomonas aeruginosa dans l'expectoration, les urines ou les selles. Si cette colonisation ne nécessite pas d'antibiothérapie systématique, elle demande une particulière vigilance car elle peut conduire à une infection sévère lors d'une exploration ou d'une manoeuvre instrumentale.
Infections localisées primitives : plaies opératoires, méningites post-traumatiques, bronchopneumonies, infections urinaires...
Bactériémie dont le point de départ est le foyer primitif, une thrombophlébite, un foyer microbien mobilisé par une manoeuvre instrumentale.
Pseudomonas aeruginosa
est l'agent responsable de bronchopneumopathies (BP), pour certains dans 16 à 30 % des cas rapportés
[21]
[22]
et d'environ 70 % des décès pour d'autres
[22]
. Ces chiffres donnent l'ampleur du problème auquel on est confronté en soins intensifs, en dépit de molécules actives sur la bactérie. Tous les facteurs de risque généraux déjà décrits sont réunis pour favoriser la BP, auxquels il faut en ajouter de spécifiques
[23]
[24]
: bronchopneumopathie chronique obstructive, durée de ventilation mécanique supérieure à 8 jours, antibiothérapie à large spectre préalable, présence d'une sinusite maxillaire. Les modes de pénétration de
Pseudomonas aeruginosa
dans les voies aériennes sont multiples : fausse route, inhalation d'aérosols infectés, dissémination hématogène, inoculation directe à travers la sonde trachéale, micro-inhalations répétées de sécrétions pharyngées. Sans retentissement pathologique chez le sujet sain, la présence de bactéries pathogènes dans le pharynx, ou délivrées par une prothèse respiratoire peut être lourde de conséquences, quand les défenses immunitaires sont amoindries ou quand l'inoculum est important
[25]
. Dans notre expérience, un patient de 45 ans est décédé d'un SDRA, en quelques heures, après contamination pulmonaire par un respirateur non stérilisé. Le lavage bronchoalvéolaire (LBA) fourmillait de
Pseudomonas aeruginosa
. Plus de 30 % des patients en réanimation sont colonisés par la bactérie en une semaine ce qui constitue le plus grand facteur de risque de BP à
Pseudomonas aeruginosa
. Chez le sujet sous ventilation mécanique, le tube endotrachéal court-circuite les défenses respiratoires hautes et altère la fonction mucociliaire. La destruction des cellules épithéliales majore les capacités d'adhésion de la bactérie
[23]
. Sur le plan clinique, la BP causée par
Pseudomonas aeruginosa
n'est pas différente des autres et les méthodes de diagnostic sont identiques
[26]
. La culture des sécrétions bronchiques a l'avantage de la rapidité, de la facilité et d'être relativement peu invasive. Cependant, la présence de la bactérie peut ne refléter qu'une colonisation locale. Cela rend compte du nombre important de faux positifs avec cette méthode. Pour affiner le diagnostic, on propose de rechercher dans l'expectoration la présence de fibres d'élastine
[27]
, reflet d'une nécrose pulmonaire associée, mais qui n'a cependant aucune spécificité. La spécificité du LBA dans le diagnostic de la BP à
Pseudomonas aeruginosa
est faible pour certains auteurs, qui proposent une technique simplifiée de lavage bronchique indirect facile à réaliser quotidiennement. La valeur seuil retenue à
104 UFC · mL-1 indique une infection pulmonaire certaine
[28]
.
Rare chez l'adulte, la méningite à Pseudomonas aeruginosa , est souvent postopératoire à la suite du drainage de liquide céphalorachidien (LCR), post-traumatique (fracture de la base du crâne) ou en relation avec une infection contiguë (sinusite maxillaire) [29] . Le tableau clinique est souvent fruste (fièvres céphalées) et la nuque n'est pas toujours raide. Il faut y penser devant tout syndrome infectieux survenant dans les circonstances déjà décrites. Lors de la ponction lombaire, le LCR est trouble, avec une pléiocytose importante, riche en bacilles à Gram négatif à l'examen direct. Le pronostic est sévère, l'évolution pouvant se faire vers la formation de synéchies et hydrocéphalie à pression haute.
Qu'il s'agisse d'escarres, de délabrements cutanés ou de brûlures, elles sont fréquentes en réanimation. Il s'agit d'infections locales à germes multirésistants sélectionnés par l'antibiothérapie préalable et dont le risque de dissémination hématogène est très élevé. « Bête noire » des centres de brûlés, Pseudomonas est responsable de 10 % des bactériémies et de 28 % des décès [30] .
Elles représentent 10 à 20 % des septicémies à bacilles à Gram négatif [31] . Les causes principales en sont les BP, les infections cutanées, les infections sur cathéter, les infections abdominales et urinaires hautes. L'immunosuppression favorise leur survenue et elles sont décrites avec une fréquence élevée au cours du sida. Elles ne présentent pas de caractères cliniques particuliers si ce n'est la présence exceptionnelle de manifestations cutanées, faites de vésicules riches en bacilles, entourées d'un halo violacé, évoluant vers l'ulcération nécrotique ( ecthymia gangrenosum ), traduisant la dissémination par voie artérielle. La leucopénie et l'hypothermie sont inconstantes. Le pronostic est grave (mortalité voisine de 50 %) lié à la maladie sous-jacente, à la localisation primitive (BP), à l'accessibilité ou non du foyer à un geste chirurgical.
Survenant après une antibiothérapie préalable à large spectre, l'infection urinaire (IU) par
Pseudomonas aeruginosa
représente 8 % des IU nosocomiales
[32]
. Le mécanisme n'a rien de spécifique. Il fait intervenir la durée de cathétérisme vésical, le rôle du cathéter vésical et du ballonnet qui altère la muqueuse vésicale. La vessie représente un réservoir de germes facilement transmissibles d'un patient à l'autre, la colonisation vésicale se faisant par le méat uréthral. Un facteur important est la déconnexion de la sonde d'avec le système de drainage qui augmente le risque de 2,7 fois. Les méthodes de diagnostic ne sont pas différentes de celles utilisées pour les autres types d'infections urinaires nosocomiales et le seuil de bactériurie retenu est
105 UFC · mL-1 associées à une leucocyturie. L'IU peut être asymptomatique, évoquant une simple colonisation ou au contraire s'accompagner de fièvre, de dysurie ou de douleurs lombaires.
La bactérie peut être cultivée dans le pus des sinus maxillaires ou au cours d'otites graves. L'infection peut éroder l'os temporal avec atteinte des nerfs crâniens ou méningite. Dix pour cent des ostéites sont dues à Pseudomonas aeruginosa , en général après fracture ouverte et mise en place de matériel étranger. Elles se voient après fractures des os longs ou après sternotomie. L'endocardite à Pseudomonas aeruginosa est fréquente chez le toxicomane héroïnomane, souvent polymicrobienne sur valve native, pouvant intéresser le coeur droit comme le coeur gauche [33] . Elle provoque souvent des emboles pulmonaires septiques. Quand elle est nosocomiale, elle survient après mise en place de cathéter de Swan-Ganz ou après chirurgie cardiaque. Elle intéresse plus souvent le coeur gauche et plus souvent la valve aortique que mitrale. Les signes cutanés sont souvent présents et les embolies cérébrales septiques, fréquentes. Le diagnostic repose sur les hémocultures et l'échocardiographie. Le pronostic est redoutable en raison des difficultés de contrôle de l'infection et de l'insuffisance cardiaque liée aux mutilations valvulaires.
Les infections à Pseudomonas aeruginosa sont souvent difficiles à affirmer [34] ; à l'exception des hémocultures, la présence de cette bactérie dans les différents milieux de l'organisme n'est parfois que le témoin d'une colonisation, éventualité fréquente en réanimation, puisque selon certaines études, elle peut intéresser plus de 50 % des patients [17] . Pseudomonas aeruginosa demeure cependant l'agent responsable d'infections nosocomiales graves en raison du terrain, de la virulence de la bactérie et de sa résistance naturelle à de nombreux antibiotiques. De plus, ces capacités d'adaptation assorties d'une sensibilité « modérée » aux antibiotiques habituellement actifs expliquent la facilité d'acquisition de résistances.
Les concentrations critiques permettant de classer les souches sensibles, de sensibilité intermédiaire et résistantes sont données par le comité de l'antibiogramme de la Société française de microbiologie [34] . Parmi toutes les molécules, l'imipénème, seul carbapénème commercialisé en France, possède la meilleure activité pondérale, mais la comparaison des pourcentages de souches résistantes à une b -lactamine, établie à partir d'études épidémiologiques multicentriques, montre que la ceftazidime, l'aztréonam et le céfépime demeurent les antibiotiques les moins touchés (tableau II) [35] . Pour Thabaut [34] , quand le seuil moyen de 10 % de résistance est franchi, Pseudomonas aeruginosa doit être considéré comme inconstamment sensible. Quand une b -lactamine est associée à un inhibiteur de b -lactamases (ticarcilline-acide clavulanique ; pipéracilline-tazobactam), la « récupération » de la sensibilité est variable. En effet, dans l'étude du CERPB [35] , l'adjonction de clavulanate à la ticarcilline, ne modifie pas la sensibilité des souches, alors que l'association pipéracilline-tazobactam augmente le pourcentage moyen de souches sensibles de 69 à 75 % et diminue celui des souches résistantes de 23 à 7 %. Il faut cependant indiquer qu'il ne s'agit que de valeurs moyennes, susceptibles de varier d'une année à l'autre, et en fonction des hôpitaux. La résistance acquise de Pseudomonas aeruginosa aux b -lactamines repose sur deux grands mécanismes :
|
Carboxypénicillines
Ureidopénicillines
Céphalosporines |
||
- résistance enzymatique par production de b-lactamases . Il peut s'agir de pénicillinases constitutives à médiation plasmidique. La production peut être de bas niveau, de type oxcacillinase ou TEM [36] , capable de résister à bas niveau aux carboxypénicillines, aux uréidopénicillines, à la cefsulodine et la céfopérazone, les autres b -lactamines conservant leur stabilité. Au contraire, quand la production se fait à un haut niveau, il s'agit de PSE ( Pseudomonas specific enzymes ) ou carbénicillases et la résistance aux antibiotiques déjà hydrolysés est plus élevée, alors que les autres continuent d'être actifs [37] . Les inhibiteurs de b -lactamases ne restaurent pas toujours l'activité et, généralement, les souches productrices de pénicillinases sont résistantes aux aminosides car les gènes déterminant la résistance aux antibiotiques sont très souvent portés par le même plasmide [37] . Il peut s'agir de céphalosporinases constitutives à médiation chromosomique. Il s'agit d'espèces produisant une céphalosporinase inductible ou déréprimée [38] . La dérepression peut être complète (haut niveau de sécrétion d'enzyme) ou partielle. Depuis le début des années 90, on observe chez certaines souches de Pseudomonas aeruginosa la production de b -lactamases à spectre élargi (BLSE) d'origine plasmidique ou chromosomique [39] hydrolysant les b -lactamines et l'imipénème (imipénémase), mais pas le méropénème [40] . En 1988, différentes études multicentriques ont montré que 36 % des souches de Pseudomonas aeruginosa étaient résistantes aux b -lactamines soit par mécanisme non enzymatique (17 %) soit par mécanisme enzymatique (83 %) par PSE (36 %), OXA et TEM (36,5 %), et céphalosporinases 27,5 % [34] ;
- résistance non enzymatique [41] [42] . La diminution de perméabilité (mutation chromosomique) peut s'exercer sur la quasi-totalité des b -lactamines par imperméabilité large (croisée avec les quinolones) à l'exception de l'imipénème ou au contraire spécifique (imipénème). L'imperméabilité à l'imipénème est liée à l'absence de synthèse d'une protéine de la membrane externe (OMP D2). Ce mécanisme intéresse aussi le méropénème, mais de façon moins importante. Le mécanisme de résistance par « efflux actif » résulte de l'expression accrue des processus d'expulsion des antibiotiques et agit en synergie avec l'imperméabilité de la membrane. Tous les mécanismes de résistances décrits peuvent s'intriquer et donner ainsi des phénotypes de résistance complexes chez certaines souches : pénicillinase + imperméabilité, pénicillinase + céphalosporinase + imperméabilité, etc.
Les différents phénotypes de résistances influencent l'activité des
b
-lactamines et leur vitesse de bactéricidie. Cependant, tous phénotypes de résistance confondus, et en dehors de de l'imipénème, la cefatzidime demeure la
b
-lactamine la plus active in vitro, sur
Pseudomonas aeruginosa
[43]
. Seule une production de céphalosporinase
1000 milliunités · mL-1 apparaît capable d'entraîner une résistance en clinique
[34]
. Pour ce qui concerne les BLSE décrites récemment, la résistance in vitro au céfépime se développerait moins rapidement qu'à la ceftazidime ou au cefpirome
[44]
. Cependant, les implications cliniques des ces constatations bactériologiques restent à préciser
[44]
. L'activité bactéricide des
b
-lactamines sur les souches résistantes, est, par ordre décroissant : imipénème, céfépime, ceftazidime, pipéracilline, pipéracilline/tazobactam et ticarcilline
[45]
. Les aminosides et les fluoroquinolones renforcent l'activité des
b
-lactamines.
Les CMI pour les souches sensibles sont proches des concentrations critiques. De plus, la détermination de la sensibilité de Pseudomonas aeruginosa aux aminosides est techniquement difficile et cela explique certains résultats contradictoires dans les études multicentriques [34] . Dans une enquête réalisée dans huit régions du monde, les deux mécanismes de résistance les plus fréquemment constatés sont l'imperméabilité à tous les aminosides (26,2 %) et la synthèse d'AAC (6')-II inactivant la gentamicine, la tobramycine et la nétilmicine (18,4 %) [46] . En France, en 1995, 86,2 % des souches de Pseudomonas aeruginosa étaient résistantes par imperméabilité ou mécanismes enzymatiques à la gentamicine, 62,6 % à la tobramycine, 58,2 % à la nétilmicine, 38,2 % à l'amikacine et 34,8 % à l'isépamicine [46] .
Comme pour les aminosides, les CMI pour les souches sensibles sont proches des valeurs critiques (tableau III) . La résistance, par mutation chromosomique (modification de l'ADN-gyrase) ou imperméabilité, se développe très rapidement quand elle est utilisée en monothérapie. L'association des deux mécanismes est indispensable pour que la résistance ait une expression clinique [34] . La résistance de Pseudomonas aeruginosa à la ciprofloxacine est de 25 % (extrêmes 10 à 50 %) [47] . Elle peut être croisée avec la péfloxacine et l'ofloxacine ou dissociée, l'activité de la ciprofloxacine étant conservée avec des CMI plus élevées qu'habituellement. Cela justifie l'utilisation de fortes doses de ciprofloxacine (1 200 mg · j-1), sous peine d'induire l'évolution vers un haut niveau de résistance.
Pseudomonas aeruginosa
est considéré comme une espèce inconstamment sensible à cet antibiotique (CMI 90 : 14 mg · L1) dont les concentrations critiques s'étalent de 0,125 à
256 mg · L1. La fosfomycine n'est donc pas le traitement de première intention de ces infections. L'intérêt de cette molécule réside dans une activité non modifiée par la croissance des germes et une pénétration non modifiée par le biofilm
[48]
. Les souches de
Pseudomonas aeruginosa
de sérotype O12 sont, in vitro, plus sensibles (72 %) que les autres sérotypes (13,2 %)
[49]
. En raison de l'apparition rapide de mutants d'un haut niveau de résistance, toute administration de fosfomycine en monothérapie est contre-indiquée ; l'association de fosfomycine aux aminosides ou aux fluoroquinolones est synergique et bactéricide
[49]
. Toutefois, ces résultats doivent être nuancés par le fait que des concentrations subinhibitrices de fosfomycine exercent un effet antagoniste vis-à-vis de la ceftazidime
[50]
. En revanche, les concentrations urinaires très élevées de fosfomycine (90 % d'élimination sous forme active) autorisent son utilisation dans le traitement des infections à
Pseudomonas aeruginosa
, mais toujours après les résultats de l'antibiogramme compte tenu de la fréquence des souches résistantes à cet antibiotique
[51]
.
La gravité des infections à Pseudomonas aeruginosa exigent que l'utilisation des antibiotiques prenne en compte trois paramètres.
Les aminosides possèdent la vitesse de bactéricidie la plus rapide, suivis des carbapénèmes et de fluoroquinolones. À une concentration sérique de 2 à 4 mg · L-1, ils ne laissent en moins de 4 h que 0,01 % de l'inoculum bactérien. L'activité bactéricide de la ticarcilline est supérieure à celle des uréidopénicillines et des céphalosporines avec lesquelles on constate souvent une nouvelle croissance bactérienne à la 6e heure. Deux éléments peuvent influencer la vitesse de bacétricidie : a) l'effet inoculum ; si son importance clinique reste à démontrer, in vitro, la densité bactérienne modifie l'activité des b -lactamines comme la céfopérazone, alors que les carbapénèmes, les aminosides et les fluoroquinolones y sont peu sensibles ; b) le caractère quiescent des bactéries : cet aspect est important à prendre en compte car, dans le biofilm, les colonies de Pseudomonas aeruginosa sont en état de croissance ralentie ce qui diminue l'efficacité des b -lactamines, mais pas celle des fluoroquinolones, des aminosides ou des carbapénèmes.
L'effet postantibiotique (EPA) se définit comme la persistance de l'inhibition de la croissance bactérienne après contact avec l'antibiotique alors que les concentrations sériques de l'antibiotique sont devenues nulles. L'existence d'un EPA permet de préciser le rythme et l'espacement des injections. L'EPA est d'environ 2 h pour les aminosides, les carbapénèmes et les quinolones. Il n'est pas trouvé avec les b -lactamines actives sur Pseudomonas aeruginosa .
Bien que les essais cliniques ne permettent pas de se faire une opinion définitive, la majorité des auteurs recommande une bithérapie, dont les objectifs sont l'obtention d'une synergie d'activité bactéricide et la diminution du risque d'émergence de mutants résistants [34] . Dans une étude portant sur 200 patients, Hilf et al [52] constatent une diminution significative de la mortalité avec la bithérapie par rapport aux aminosides utilisés en monothérapie. Une revue de la littérature comparant la mono et bithérapie ne montre pas de différence significative dans le taux de mortalité des septicémies à Pseudomonas aeruginosa [53] . Chez le patient granulopénique, un traitement long de 9 jours, par l'association ceftazidime-amikacine serait plus efficace qu'un traitement de 3 jours [54] . Chez le patient non neutropénique, la monothérapie par ciprofloxacine favorise l'émergence de résistances [55] . Mais pour certains auteurs, que l'imipénème soit administré seul ou associé aux aminosides, la fréquence d'émergence de résistance de Pseudomonas aeruginosa serait identique [56] . En l'absence de conclusions formelles, il semble licite de proposer une association d'antibiotiques pour le traitement des infections graves à Pseudomonas aeruginosa [34] .
Quelles que soient les molécules choisies, il est nécessaire d'utiliser des doses élevées, car l'infection met souvent en jeu le pronostic vital ou fonctionnel. Pour les molécules temps-dépendant ( b -lactamines), il est conseillé de maintenir des concentrations résiduelles sériques fois supérieures à la CMI et il est proposé soit des injections rapprochées (ceftazidime, 1 g toutes les 4 h), soit une administration en perfusion [57] . La posologie de l'imipénème ne doit pas dépasser 50 mg · kg-1 en raison du risque neurologique et, bien que l'EPA et l'efficacité de concentrations sub-inhibitrices aient été démontrés [58] , il est recommandé de l'utiliser en perfusion courtes toutes les 6 ou 4 heures [59] . Les aminosides peuvent être utilisées en dose unique [60] ; mais le manque de recul de ce mode d'administration dans les infections sévères à Pseudomonas aeruginosa conduit certains à l'administrer en deux injections [59] . Les concentrations sériques des fluoroquinolones doivent être supérieures à la CMI, ce qui rend compte de l'emploi des fortes doses de ciprofloxacine (1 200 mg · j-1). En pratique, le choix des antibiotiques avant les résultats de l'antibiogramme dépend de l'écologie locale. Selon les centres, la résistance de Pseudomonas aeruginosa à la ticarcilline varie de 5 à 40 %. Le type de service, les habitudes thérapeutiques déterminent l'épidémiologie locale et la pression de sélection des antibiotiques sur la flore bactérienne se vérifie constamment en pratique clinique : dans notre unité, le seul fait de ne plus utiliser la cefsoludine depuis 1994, a fait remonter la sensibilité de Pseudomonas aeruginosa , toutes souches confondues, de 24 à 78 %. Les b -lactamines anti- Pseudomonas occupent une place importante dans le traitement de ces infections. À condition qu'elle soit active, la ticarcilline demeure l'antibiotique de référence. Si devant l'urgence et avant les résultats de l'antibiogramme, on est amené à choisir une « valeur sûre » comme l'imipénème ou la ceftazidime, il ne faut pas hésiter à reconsidérer le traitement, si la souche est sensible à la ticarcilline.
La plus grande expérience clinique concerne l'association de carboxypénicilline et d'un aminoside à très fortes doses. La durée du traitement est habituellement de 6 semaines avec une bithérapie pendant 4 semaines, associée éventuellement à la chirurgie si les hémocultures sont encore positives après 15 jours de traitement. Si la poursuite du traitement par voie veineuse est difficile, les fluoroquinolones per os sont un excellent relais.
La ceftazidime à fortes doses (12 g · j-1) est la molécule la plus utilisée seule ou en association [61] . La difficulté d'obtenir des concentrations efficaces dans le LCR, peut poser des problèmes thérapeutiques avec certaines souches hospitalières de Pseudomonas aeruginosa . L'excellente diffusion de l'aztréonam, des fluoroquinolones et de la fosfomycine peuvent y pallier [62] . En raison des effets convulsivants de l'imipénème, le méropénème représente un meilleur choix [63] . Les aminosides conservent toujours leur place et l'indication de leur administration intrathécale peut se discuter [64] .
On conseille une bithérapie comprenant une b -lactamine et un aminoside [65] . La durée de traitement est de 3 semaines, l'aminoside pouvant être remplacé par une fluoroquinolone [59] . En l'absence d'un examen direct fiable, le traitement doit comporter une bithérapie active sur Pseudomonas aeruginosa associée à un antibiotique actif sur le staphylocoque résistant à la méticilline (vancomycine), avec évaluation du traitement à la 48e heure après résultats des prélèvements bactériologiques et de l'antibiogramme [66] . L'inhalation d'un aminoside (tobramycine) ou de polymixine [67] est un bon appoint thérapeutique. Il faut cependant garder à l'esprit les difficultés qu'il peut y avoir à nébuliser un produit jusqu'aux bronches les plus distales. Dans cette optique, les nébuliseurs ultrasoniques représentent le meilleur moyen.
Quand elles sont basses, il ne faut les traiter que si elles sont symptomatiques. Une monothérapie avec un produit à forte élimination urinaire sous forme active comme les fluoroquinolones (Norfloxacine®) ou la fosfomycine per os (Monuryl®) est en règle générale suffisante. Les infections hautes sont justiciables d'une bithérapie.
La mortalité importante [68] justifie une bithérapie par b -lactamines et aminosides, dont l'intérêt a été démontré chez le patient immunodéprimé [69] . L'éradication passe par le contrôle de la cause (cathéters centraux, sonde urinaire, endocardite, pneumopathie), mais les rechutes sont fréquentes [70] .
Elles sont l'indication des fluoroquinolones par voie générale en raison de leur excellente diffusion dans l'oeil et d'application de collyres spécifiques contenant de la ceftazidime.
Dans la majorité des cas, les soins locaux suffisent : pansements occlusifs avec application d'antibiotiques ou d'antiseptiques (Flammacérium®). Toute détersion doit être pratiquée sous antibiothérapie prophylactique par voie IV, le risque de dissémination par voie hématogène étant très élevé. La survenue de signes généraux après un pansement doit faire entreprendre sans attendre les résultats biologiques, une antibiothérapie systémique probabiliste visant le bacille pyocyanique et le staphylocoque résistant à la méticilline.
Les infections à Stenotrophomonas maltophilia sont en augmentation constante et surviennent chez les patients affaiblis, après un séjour en réanimation prolongée (21 j en moyenne) et antibiothérapie préalable [71] . Quand le score de Mac Cabe est de 0, la mortalité est nulle, mais passe à 61 % quand il est à 2. L'infection survient sous forme de cas sporadiques, témoignant du caractère peu invasif de la bactérie. Elle est cependant fréquemment impliquée dans les infections respiratoires et d'une façon générale en réanimation. Cependant, les sources de contamination ne sont pas claires et la majorité des infections est considérée comme d'origine exogène, impliquant l'introduction de la bactérie à travers cathéters, aiguilles ou matériels médicaux contaminés. La fréquence élevée de prélèvements polymicrobiens rend difficile l'attribution de la gravité du pronostic à cette seule bactérie, dont la présence, dans 40 % des cas, est une simple colonisation. L'antibiothérapie prescrite est peu souvent adaptée comme le prouve l'analyse des CMI dans une étude multicentrique récente [72] .
La fréquence des infections nosocomiales à Burkholderia cepacia est faible, mais des épidémies par contamination de matériel ou de liquides ont été rapportées [73] . De rares cas d'infections pulmonaires, urinaires, cutanées ou de septicémies ont été décrits. Les facteurs de virulence sont inconstants et sensiblement différents de ceux de Pseudomonas aeruginosa ; la bactérie ne produit pas d'exotoxine A, ni d'alginate. Il s'agit d'une bactérie multirésistante en particulier à la ticarcilline, l'imipénème, la plupart des céphalosporines, les aminosides, la fosfomycine. Les molécules les plus intéressantes sont : la pipéracilline et le céfépime actifs sur certaines souches, le méropénème, la ciprofloxacine.
La prise en compte des épidémies est très importante, de manière à mettre en route les moyens d'investigation et de prévention qui passent par plusieurs étapes [74] . La détection repose sur les données accessibles à la statistique fournie par le laboratoire et la surveillance clinique : analyse périodique des infections nosocomiales par site, service, ou procédure. Pour affirmer l'épidémie, il faut démontrer qu'il s'agit de la même bactérie en utilisant les marqueurs biologiques : caractéristiques biochimiques, antibiotype, ribotype, sérotype... Cette étape doit conduire à une enquête anamnestique rigoureuse : localisation des infections, circonstances de survenue, personnel intervenant, recherche des pratiques communes aux différents cas. L'investigation passe par la vérification du respect des mesures d'hygiène et la révision de toutes les procédures : matériel utilisé, antiseptiques, techniques employées, prélèvements microbiologiques ciblés. Une fois la (les) hypothèse(s) dégagée(s), il est indispensable d'entreprendre une enquête prospective pour la (les) confirmer.
Rançon des techniques qui permettent la survie des patients en état grave, les infections à bacille pyocyanique ont vu leur fréquence augmenter en réanimation. Elles sont, par excellence, liées aux pratiques hospitalières. Les mesures d'hygiène hospitalière visant à réduire les sources de contamination exogènes sont indispensables : elles reposent sur une asepsie rigoureuse lors de tout geste invasif, diagnostique ou thérapeutique, l'isolement des patients infectés, et la lutte contre la contamination manuportée. Les mesures prophylactiques spécifiques comme la décontamination digestive, l'antibioprophylaxie locale, les filtres antibactériens n'ont pas encore fait la preuve de leur efficacité. Les études épidémiologiques, le suivi attentif de l'écologie bactérienne dans un service donné, ont montré le rôle joué par la pression de sélection de l'antibiothérapie préalable à large spectre. Ainsi, l'usage rationnel de l'antibiothérapie apparaît certainement comme l'élément essentiel de la prévention des infections à Pseudomonas aeruginosa .
1 Benneth J. Nosocomial infection due to Pseudomonas . J Infect Dis 1974 ; 130 Suppl : S4-7
2 Michel-Bryant Y. Infections à bacille pyocyanique. EMC Inf 8 025 B 50 . 1993 ; 14p
3 Craven DE, Kunscher LM, Kilinsky V. Risk factors for pneumonia and fatality in patients receiving continuous mechanical ventilation. Am Rev Respir Dis 1986 ; 133 : 792-6
4 Jarvis WS, Marone WJ. Predominent pathogens in hospital infections. J Antimicrob Chemother 1992 ; 29 Suppl 17 : 19-24
5 Pollack M. The virulence of Pseudomonas aeruginosa . Rev Infect Dis 1984 ; 6 : S617-26
6 Govan JRW. Pseudomonas : des germes pathogènes ou opportunistes ? Perspectives Pseudomonas 1995 ; 5 : 3-6
7 Shaw D, Poxton IR, Govan JRW. Biological activity of Bukholderia (Pseudomonas) Cepacia lipopolysaccharide. FEMS Immun Med Microb 1995 ; 11 : 99-106
8 Cash HA, Strauss DC, Bass JA. Pseudomonas aeruginosa exoproducts as pulmonary virulence factors. Can J Microb 1985 ; 31 : 387-92
9 Baker NR. Role of exotoxin A and proteases of Pseudomonas aeruginosa in respiratory tract infections. Can J Microb 1982 ; 28 : 248-55
10 Michel-Bryant Y, Granguillot M. Facteurs de pathogénicité de Pseudomonas aeruginosa et critères permettant de valider son pouvoir pathogène. Lettre de l'infectiologue 1991 ; 6 : 3-6
11 Marty N. Les facteurs de virulence de Pseudomonas aeruginosa . Perpectives Pseudomonas 1997 ; 10 : 3-9
12 Vasil ML. Pseudomonas aeruginosa . Biology, mechanism of virulence, epidemiology. J Pediat Res 1986 ; 108 : 800-5
13 Meyer JM, Neely A, Stintzy A, George C, Holder IA. Pyoverdin is essential for virulence of Pseudomonas aeruginosa . Infect Immun 1996 ; 64 : 518-23
14 Mizukane R, Hirakata Y, Kaku M, Ishiu Y, Furuya N, Ishida K et al. Comparative in vitro exoenzyme suppressing activities of azithromycine and other macrolides antibiotics against Pseudomonas aeruginosa . Antimicrob Agents Chemother 1994 ; 38 : 528-33
15 Pasquier C, Dournes JL, Chabanon G, Marty N. La biosynthèse des alginates chez Pseudomonas aeruginosa : régulation de l'expression d'un facteur de virulence. Bull Inst Past 1996 ; 94 : 139-49
16 Barghouthi S, Guerdoud LM, Speert DP. Inhibition by dextran of Pseudomonas aeruginosa adherence to epithelial cells. Am J Resp Crit Care Med 1996 ; 154 : 1788-93
17 Bodey GP, Bolivar R, Fainstein V, Jade JAL. Infections caused by Pseudomonas aeruginosa . Rev Infect Dis 1983 ; 5 : 279-313
18 Neu HC. The role of Pseudomonas aeruginosa in infection. J Antimicrob Chemother 1983 ; 11 Suppl B : 1-13
19 Bodey GP. Epidemiological study of Pseudomonas in patients with leukemia. Am J Med Sci 1970 ; 260 : 82-9
20 Vincent JL, Bihari DJ, Suter PM, Bruining HA, White J, Nicolas-Chamoin MH. The prevalence of nosocomial infection in intensive care units in Europe. Results of The european prevalence of infection in intensive care (EPIC) study. JAMA 1995 ; 274 : 639-44
21 Torres A, De La Bellacasa J, Rodriguez-Roisin R, De Anita MTJ, Agusti Vidal A. Diagnostic value of telescoping plugged catheters in mechanically ventilated patients with pneumonia, using the Metra catheters. Am Rev Respir Dis 1988 ; 138 : 117-20
22 Fagon JY, Chastre J, Dumart Y, Trouillet JL, Gibert C. Mortality due to ventilator-associated pneumonia or colonization with Pseudomonas or Acinetobacter species. Clin Infect Dis 1996 ; 23 : 538-42
23 Peacok SJ, Garrard CS. The challenge of Pseudomonas aeruginosa pneumonia. In : Vincent JL, ed. Year book of intensive care and emergency medicine . Berlin : Springer-Verlag ; 1997. p 607-24
24 Bert F, Lambert-Zechovsky N. Sinusitis in mechanically ventilated patients and its role in the pathogenesis of nosocomial pneumonia. Eur Clin Infect Dis 1996 ; 15 : 533-44
25 Hyxley EJ, Virslav J, Gray WR, Pierre AK. Pharyngeal aspiration in normal adults and patients with depressed consciousness. Am J Med 1978 ; 65 : 564-8
26 Chastre J, Fagon JY. Invasive diagnostic testing should be routinely used to manage ventilated patients with suspected pneumonia. Am J Resp Crit Care Med 1994 ; 150 : 570-4
27 Salata RA, Lederman MM, Shlaes DM. Diagnosis of nosocomial pneumonia in intubated intensive care unit patient. Am Rev Respir Dis 1987 ; 135 : 426-32
28 A'Court-Garrad C. Microbiological surveillance of the lung. Quart J Med 1993 ; 86 : 635-48
29 Vilde JL, Vachon F, Humbert G, Bure A, Bricaire F. Méningites à Pseudomonas aeruginosa traitées par azlocilline. Presse Méd 1984 ; 13 : 822-4
30 Mac Manus AT, Mason AD Jr, Mac Manus WF, Pruitt BA Jr. Twenty five years review of Pseudomonas aeruginosa bacteremia in a burn center. Eur J Clin Microbiol 1985 ; 2 : 219-22
31 Baltch AL, Hammer M, Smith RP Sutphen N. Pseudomonas aeruginosa Bacteremia. J Lab Clin Med 1979 ; 94 : 201-14
32 Breitenbucher RB. Bacterial changes in the urines sample of patients with indwelling catheters. Arch Intern Med 1984 ; 144 : 1585-8
33 Wieland M, Lederman MM, Kline-King C, Keys TF, Lerner PT, Bass SN et al. Left-sided endocarditis due to Pseudomonas aeruginosa . Medicine 1990 ; 65 : 180-9
34 Thabaut A. Les antibiotiques anti- Pseudomonas aeruginosa en 1995 : éléments microbiologiques. Lettre de l'infectiologue 1995 ; 10 : 14-9
35 GERPB. Surveillance de la résistance de Pseudomonas aeruginosa aux b -lactamines en milieu hospitalier en 1996. Lettre de l'infectiologue 1997 ; 12 : 212-4
36 Philippon A, Paul GC, Jacoby G. New plasmid-mediated oxacillin-hydrolyzing b -lactamases in Pseudomonas aeruginosa . J Antimicrob Chemother 1986 ; 17 : 415-22
37 Vedel G, Picard B, Paul G, Philippon A, Gilly L, Krishnomoorty R et al. The analysis of five carbenicillin hydrolyzing enzymes by electrophoretic methods. Res Microbiol 1989 ; 140 : 579-90
38 Cole ST, Honoré N, Nicolas MH. Régulation de la céphalosporinase inductible chez Enterobacter : induction et mutation, autres hypothèses. Méd Mal Infect 1988 ; 18 : 18-21
39 Hall LMC, Livermore DM, Gur D, Akova M, Akalin HE. Oxa-11, an extended-spectrum variant of oxa-10 (PSE-2) b -lactamines from Pseudomonas aeruginosa . Antimicrob Agents Chemother 1993 ; 37 : 1637-44
40 Watanabe M, Yobe S, Inoue M, Mitsuhashi S. Transferable imipenem resistance in Pseudomonas aeroginosa . Antimicrob Agents Chemother 1991 ; 35 : 147-51
41 Nikkaido A. Prevention of drug access to bacterial targets: permeability barriers and active efflux. Science 1994 ; 264 : 382-8
42 Sumita Y, Fukasawa M. Transient carbapenem resistance induced by salicylate in Pseudomonas aeruginosa associated with suppression of outer membrane protein D2 synthesis. Antimicrob Agents Chemother 1993 ; 37 : 2743-6
43 Bert F, Briaud I, Branger C, Lambert-Zechovsky N. Comparaison de l'activité des b -lactamines sur Pseudomonas aeruginosa en fonction des phénotypes de résistance. Pathol Biol 1996 ; 44 : 329-32
44 Gradelski E, Fung-Tomc J, Huzko E, Kessler RE. Development of resistance in Pseudomonas aeruginosa to broad spectrum cephalosporines via step-wise mutations. J Antimicrob Chemother 1993 ; 32 Suppl B : 75-80
45 Dubrous P, Cavallo JD, Hernandez E, Nordmann P, Fabre R. Pseudomonas aeruginosa . Bactéricidie sur différents phénotypes de résistances aux b -lactamines de huit antibiotiques et associations. Path Biol 1997 ; 45 : 433-7
46 Miller GH, Sabatelli FJ, Naples L, Hare RS, Shaw KJ. The most frequently occuring aminoglycoside resistance mechanism. Combined results of survey in eight regions of the world. J Chemother 95 ; 7 Suppl 2 : 17-30
47 Thabaud A, Meyran M, Fabre R, Dellamonica P, Moreau N. État actuel de la résistance des bactéries à la péfloxacine à l'hôpital. Résistance croisée avec l'ofloxacine et la ciprofloxacine. Résultats d'une étude multicentrique. Pathol Biol 1994 ; 42 : 363-74
48 Kumon H, Ono O, Iida M, Nickel C. Combination effect of fosfomycin and ofloxacine against Pseudomonas aeruginosa growing in a biofilm. Antimicrob Agents Chemother 1995 ; 39 : 1038-44
49 Dubrous P, Cavallo JD, Buisson Y. Sensibilité à la fosfomycine des Pseudomonas aeruginosa multirésistants, de sérotype O12. Étude multicentrique. Pathol Biol 1997 ; 45 : 472-8
50 Forsgren A, Walder M. Antimicrobial activity of fosfomycin in vitro. J Antimicrob Chemother 1983 ; 11 : 467-71
51 Bert F, Bruneau B, Lambert-Zechosky N, Branger C. Étude épidémiologique de la sensibilité aux antibiotiques de Pseudomonas aeruginosa . Pathol Biol 1994 ; 42 : 491-7
52 Hilf M, Yu V, Sharp J, Zuravleff J, Korvick J, Muder R. Antibiotic therapy for Pseudomonas aeruginosa bacteremia: outcome correlation in a prospective study of 200 patients. Am J Med 1989 ; 87 : 540-6
53 Dejace P, Klatersky J. Comparative review of combination therapy: two b -lactams versus b -lactam plus aminoside. Am J Med 1986 ; 80 Suppl 6B : S29-S38
54 EORTC international antimicrobial therapy cooperative group. Ceftazidime combined with a short or long course amikacine for empirical therapy of Gram negative bacteremia in cancer patients with granulocytopenia. N Engl J Med 1987 ; 317 : 1692-8
55 Chin NX, Clynes N, Neu HC. Resistance to ciprofloxacine appearing during therapy. Am J Med 1989 ; 87 Suppl 5A : S28-31
56 Cometta A, Baumgartner JD, Lew D, Zimmerli W, Pittet D, Chopart P et al. Prospective randomized comparison of imipenem monotherapy with imipenem plus netilmicin for treatment of severe infection in non neutropenic patient. Antimicrob Agents Chemother 1994 ; 38 : 1309-13
57 Mouton JW, Hollander JG. Killing of Pseudomonas aeruginosa during continuous and intermittent infusion of ceftazidime in an in vivo pharmacokinetic model. Antimicrob Agents Chemother 1994 ; 38 : 931-6
58 Maggiolo F, Taras A, Frontespesi S, Legnani MC, Silanos MA, Prarettoni G et al. Pharmacodynamic effect of subinhitory concentrations of imipenem on Pseudomonas aeruginosa in a dynamic model. Antimicrob Agents Chemother 1994 ; 38 ; 1416-8
59 Gibert C. Traitement des infections aiguës sévères à Pseudomonas aeruginosa chez l'adulte. Lettre de l'infectiologue 1996 ; 11 : 136-44
60 Karlowsky JA, Zhanel GG, Davidson RJ, Hoban DJ. Once-daily aminosides dosing assessed by MIC reversion time with Pseudomonas aeruginosa . Antimicrob Agents Chemother 1994 ; 38 : 1165-8
61 Neu H. Cephalosporines in treatment of meningitis. Drugs 1987 ; 34 Suppl 2 : 135-53
62 Lentnek Al, Williams RR. Aztreonam in the treatment of Gram negative bacterial meningitis. Rev Infect Dis 1991 ; Suppl 7 : S586-90
63 Chmelik V, Gutvirth J. Meropenem treatment of posttraumatic meningitis due to Pseudomonas aeruginosa . J Antimicrob Chemother 1993 ; 32 : 922-3
64 Nasnas R, Mohasseb G, Okais N, Nehme J, Samatra E, Nohra G. Traitement des méningites à Pseudomonas et Acinetobacter par l'amikacine administrée par voie intrathécale. Méd Mal Infect 1990 ; 20 : 573-8
65 Montravers P, Fagon JY, Chastre J, Lesco M, Dombret MC, Trouillet JL et al. Follow-up protected specimen brushes to assess treatment in nosocomial pneumonia. Am Rev Respir Dis 1993 ; 147 : 38-44
66 Fagon JY. Pneumopathies nosocomiales à Pseudomonas aeruginosa . Méd Mal Infect 1998 ; 28 : 159-66
67 Crosby SS, Edwards, Brennan C, Dellinger EP, Bauer LA. Systemic absorption of endotracheally administered aminoglycosides in seriously ill patients with pneumonia. Antimicrob Agents Chemother 1987 ; 31 : 850-3
68 Mallolas J, Gatell JM, Miro JM, Marco F, Soriano E. Epidemiologic characteristics and factors influencing the outcome of Pseudomonas aeruginosa bacteremia. Rev Infect Dis 1989 ; 11 : 718-9
69 Mendelson MH, Gurtman A, Szabo S, Neibart E, Meyers BR, Policar M et al. Pseudomonas aeruginosa bacteremia in patients with AIDS. Clin Infect Dis 1994 ; 18 : 886-95
70 Dropulic LK, Leslie JM, Eldred LJ, Zenilman J, Sears CL. Clinical manifestations and risk factors of Pseudomonas aeruginosa infection in patients with AIDS. J Infect Dis 1995 ; 171 : 930-7
71 Labau E, Massip P. Circonstances et tableaux cliniques associés à Stenotrophomonas maltophilia . Traitement et évolution. Enquête multicentrique à propos de 87 observations. Méd Mal Infect 1998 ; 28 : 95-101
72 Pangon B, Allouch P, Ghnassia JP. Sensibilité de 146 de Stenotrophomonas maltophilia à 14 antibiotiques : résultats d'une étude multicentrique française. Méd Mal Infect 1998 ; 28 : 89-94
73 Segonds C, Marty N, Dournes JL, Chabanon G. Bukholderia cepacia dans tous ses états. Méd Mal Infect 1998 ; 28 : 72-8
74 Struelens M. Stratégie d'investigation en cas d'épidémie à P. aeruginosa et S. Maltophilia . Méd Mal Infect 1998 ; 28 : 102-8